Jak skutecznie leczyć infekcje pochwy, aby zminimalizować ryzyko nawrotów?

Chcesz lepiej poznać ten temat? Zapraszamy na III Ogólnopolską Konferencję Forum Ginekologii i Położnictwa - innowacje, trendy, kontrowersje!

Na prawidłową, fizjologiczną florę pochwy składają się przede wszystkim bakterie tlenowe, oraz w mniejszym stopniu również bakterie beztlenowe, w stosunku 5:2. W mikroflorze pochwy zdrowej kobiety obserwujemy przede wszystkim pałeczki Lactobacillus spp., bakterie Gram-dodatnie (Bifidobacterium spp., Clostubacterium spp., Propionibacterium spp., Peptococcus spp., Peptostreptococcus spp.) oraz bakterie Gram-ujemne (Prevotella spp., Fusobacterium spp., Veillonella spp.). W skład mikrośrodowiska pochwy mogą również wchodzić grzyby i w niewielkim odsetku mikroorganizmy patogenne [1]. Wśród mikroorganizmów relatywnie patogennych najczęstsze są bakterie Gram-dodatnie: Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus aureus, Streptococcus gr D, Streptococcus beta-haemolyticus, bakterie Gram-ujemne: Escherichia coli, Klebsiella spp., Gardnerella vaginalis, Proteus spp., mikoplazmy: Ureaplasma urealyticum, Mycoplasma hominis oraz grzyby Candida spp. [2]. Dodatkowo dla prawidłowego funkcjonowania środowiska pochwy istotna jest niezaburzona struktura komórek nabłonka oraz optymalne lokalne działanie estrogenów. Niesłychanie delikatny ekosystem pochwy ulega zaburzeniu w przypadku rozrostu flory patogennej, a zaistniała infekcja może prowadzić do uszkodzenia nabłonka i zaburzenia równowagi mikroflory u pacjentek w każdym wieku [3, 4].
Lactobacillus spp., dominujące w prawidłowej florze pochwy, hamują rozrost patogenów poprzez syntezę kwasu mlekowego i obniżenie pH pochwy. Pałeczki kwasu mlekowego czynnie uczestniczą również w syntezie nadtlenku wodoru (H2O2) i substancji przeciwdrobnoustrojowych, jak bakteriocyny i substancje bakteriocynopodobne [5, 6]. Lactobacillus silnie przylegają do komórek nabłonka i w ten sposób w mechaniźmie kompetycyjnym zapobiegają kolonizacji pochwy przez patogeny. Dodatkowo pałeczki kwasu mlekowego konkurują z patogenami o składniki odżywcze. Wzrost bakterii może być również hamowany przez Lactobacillus dzięki modulacji mechanizmów immunologicznych [12]. Aktywacja bakteryjnych czynników sygnalizacyjnych powoduje lokalną syntezę defensyn, lizozymu i hemocydyny [8]. Modulacja układu odpornościowego powoduje rozpoznanie drobnoustrojów poprzez receptory Toll-podobne (TLR – Toll-like receptors), co wiąże się ze wzrostem ekspresji receptorów TLR typu -2, -4, -6, jak również z rozpoznaniem struktur grupowych mikrobów [9]. Stymulacja receptorów Toll-podobnych powoduje uruchomienie ścieżek sygnałowych, a poprzez czynnik transkrypcyjny poprzez NFkappaB, przyłączającego się do DNA jądrowego, następuje synteza i modulacja działania szeregu cytokin [10, 11]. Proces ten skutkuje wzrostem cytokin przeciwzapalnych jak IL-10 oraz zmniejszeniem cytokin prozapalnych IL-β1, TNF-α, i IL-6, indukując odpowiedź immunologiczną w środowisku pochwy, co zahamuje proliferację patogenów [7, 13]. 
Należy podkreślić, że nie każdy szczep Lactobacillus wywiera korzystny wpływ na ekosystem pochwy [14–16]. 
Infekcje pochwy są częstą przyczyną zgłaszania się pacjentek do lekarza ginekologa, niestety, tylko ok. 50% pacjentek rozwija objawy infekcji. Są to często objawy niespecyficzne, które nie pozwalają na postawienie właściwej diagnozy, a tym samym na wdrożenie odpowiedniego leczenia. Dlatego diagnoza infekcji pochwy powinna być oparta na obserwacji objawów klinicznych oraz zastosowaniu kryteriów mikrobiologicznych i biochemicznych [17].
Błędna diagnoza zakażeń pochwy, zastosowanie nieprawidłowych leków, wzrost oporności na stosowane leczenie, niedostateczna eliminacja mikroorganizmów patogennych, jak również brak odnowy ekosystemu pochwy mogą być przyczyną nawrotów infekcji i pogorszenia komfortu życia kobiety. Zarówno w rozwoju zakażeń, jak również w nawrotach infekcji istotną rolę odgrywa biofilm pochwy.

Biofilm jako źródło niepowodzeń w leczeniu infekcji pochwy

Biofilm określany jest jako skupisko komórek drobnoustrojów, przeważnie bakterii tworzących kolonie, które trwale i nieodwracalnie łączą się z powierzchnią komórek nabłonka pochwy. Kolonie te są przytwierdzone do powierzchni nabłonka dzięki egzopolisacharydom wydzielanym przez bakterie. Biofilmy utworzone przez drobnoustroje patogenne pozostają niewrażliwe zarówno na mechanizmy obronne gospodarza, jak również na działanie leków stosowanych w terapii zakażeń pochwy. W takim przypadku skuteczność działania przeciwdrobnoustrojowego leków stosowanych w leczeniu zakażeń pochwy jest wybitnie zmniejszona [18, 19]. 
Udowodniono, że biofilm pochwy jest odpowiedzialny w znacznym stopniu za rozwój infekcji, szczególnie waginozy bakteryjnej (BV – bacterial vaginosis). BV jest jedną z najczęstszych infekcji u kobiet, charakteryzującą się nadmiernymi upławami i silnym zapachem wydzieliny, co w znacznym stopniu wpływa niekorzystnie na jakość życia kobiety [20].Obecność gęstego i wielogatunkowego biofilmu z do-
minacją bakterii takich jak Gardnella vaginalis oraz Atopobium vaginae stwierdza się w 90% przypadków BV [21]. Bakterie Gardnerella spp. wykazują zwiększoną ekspresję czynników wirulencji, wykazując większą cytotoksyczność wobec komórek nabłonka. Dodatkowo stwierdzono, że Atopobium vaginae, przeważąjące w przypadku BV, wykazują oporność na działanie metronizadolu [22]. Stąd leczenie zakażenia BV stanowi niekiedy duży problem ze względu na konieczność zwalczenia struktury biofilmu oraz występowanie częstych nawrotów infekcji [23, 24, 25]. 

Eradykacja biofilmu

Chlorek dekwaliniowy (DQC – dequalinium chloride) w leczeniu zakażeń pochwy wykazuje udokumentowaną skuteczność, szczególnie w eradykacji biofilmu. Ta czwartorzędowa sól amoniowa o działaniu przeciwdrobnoustrojowym, ma działanie antyseptyczne oraz przeciwzapalne, wpływa na przepuszczalność błon komórkowych bakterii oraz inaktywuje niektóre enzymy bakteryjne.
Chlorek dekwaliniowy wykazuje szerokie spektrum działania wobec tlenowych bakterii Gram-dodatnich, Gram-ujemnych oraz bakterii beztlenowych, stąd może być stosowany w leczeniu zakażeń mieszanych. Empiryczne leczenie infekcji pochwy o różnej etiologii z zastosowaniem DQC jako leku pierwszego wyboru zostało wskazane w rekomendacjach PTGiP [29]. Ogólnoustrojowe wchłanianie chlorku dekwaliniowego jest znikome, udowodniono bezpieczeństwo DQC podczas stosowania u kobiet z zakażeniami pochwy, jak również bezpieczeństwo stosowania u ciężarnych [26, 27, 28].
Obecnie wydaje się, że DQC jest również skuteczny w leczeniu przypadków klinicznych BV. Dotychczas w leczeniu BV szeroko stosowano metronidazol i klindamycynę, co niekiedy skutkowało opornością na leczenie, niezdolnością do eradykacji biofilmów nabłonka pochwy i w dalszej konsekwencji prowadziło do niepowodzenia leczenia nawrotów BV [30]. Chlorek dekwaliniowy wykazuje dużą aktywność przeciwbakteryjną wobec komórek Atopobium vaginae [31] i Candida albicans [32]. Wykazano również zdecydowany wpływ chlorku dekwaliniowego na biofilm Gardnerella spp., co wskazuje na korzystne właściwości DQC w leczeniu infekcji BV. 
W przeciwieństwie do klindamycyny nie zaobserwowano indukcji mechanizmów odporności w komórkach mikroorganizmów przy zastosowaniu DQC.
W badaniach odnotowano, że stosowanie chlorku dekwaliniowego powoduje znaczne naruszenie architektury macierzy, zmniejszając w ten sposób aktywność metaboliczną biofilmu i do pewnego stopnia biomasę flory patologicznej [30]. 
W badaniu w grupie 321 kobiet z bakteryjnym zakażeniem pochwy pokazano skuteczność i bezpieczeństwo stosowania chlorku dekwaliniowego (dopochwowo, tabletki 10 mg) w porównaniu do stosowania klindamycyny (dopochwowo, krem 2%). 
W czasie leczenia DQC pokazano tendencję do szybszej regeneracji ekosystemu pochwy, ponadto nie obserwowano żadnych objawów niepożądanych ze strony innych układów [33].
Również w badaniu Gaspar i wsp. wykazano skuteczny wpływ DQC na redukcję biomasy i aktywności metabolicznej biofilmu Gardnerella spp. [34]. Wyniki pokazały, że DQC był szczególnie skuteczny w niszczeniu Gardnerella spp. związanej z BV. Zakłócenie architektury biofilmu było prawdopodobnie spowodowane wielorakim mechanizmem działania DQC jako środka antybiofilmowego. Stąd wydaje się, że chlorek dekwaliniowy jest ważną opcją w terapii BV oraz zapobiega nawrotom tego zakażenia [34].
Ze względu na minimalne ogólnoustrojowe narażenie na chlorek dekwaliniowy stosowanie DQC można również rozważyć u ciężarnych i kobiet karmiących. W celu zmniejszenia narażenia na kontakt z DQC, powinno unikać się stosowania chlorku dekwaliniowego tuż przed porodem (poniżej 12 godzin) [29].

Terapia regeneracyjna poinfekcyjna

Utrzymanie równowagi ekosystemu pochwy u kobiet jest niesłychanie istotne w aspekcie zapobiegania nawrotom infekcji waginalnych [35]. Czynnikiem istotnie wpływającym na złożony ekosystem pochwy jest lokalny poziom estrogenów. W stężeniach fizjologicznych estriol E3, podobnie jak inne estrogeny, stymuluje proliferację i dojrzewanie nabłonka pochwy, nie wywołując przy tym działania estrogenowego na endometrium, kości i gruczoł piersiowy. Podany dopochwowo estriol omija metabolizm wątrobowy, nie wykazuje wpływu proliferacyjnego na endometrium i jest bardziej skuteczny w łagodzeniu objawów ze strony układu moczowo-płciowego w porównaniu do preparatów doustnych [36]. W terapii regeneracyjnej po leczeniu zakażeń pochwy preferowane jest miejscowe podawanie estriolu, ponieważ hormon ten jest bezpieczniejszy niż inne estrogeny i wywołuje bardziej znaczącą odpowiedź miejscową. 
Do utrzymania lub przywrócenia zdrowego ekosystemu pochwy, obok odpowiedniego poziomu estrogenów, niezbędna jest również kolonizacja pochwy przez pałeczki kwasu mlekowego. Wydaje się, że wahania poziomu estrogenów wraz z towarzyszącymi zmianami w proliferacji i dojrzewaniu nabłonka mogą zmieniać przyczepność bakterii Lactobacillus i znacząco wpływać na skład mikroflory pochwy [37]. W badaniach 
in vitro zaobserwowano, że przyleganie komórek Lactobacillus do nabłonka pochwy jest silniejsze przy wysokim stężeniu estrogenów a podawanie estrogenów jest w stanie przywrócić kolonizację pochwy u kobiet po menopauzie [38]. Ale nie zawsze pozostaje jasne, czy zaburzenia ekosystemu pochwy są wynikiem niskiego poziomu estrogenów. Stąd stosowanie połączenia pałeczek kwasu mlekowego i niskich dawek estriolu w celu wspomagania odbudowy ekosystemu pochwy jest korzystne u kobiet po menopauzie, jak również u kobiet w wieku rozrodczym.
Dodatkowo estrogeny obecne w wydzielinie pochwy wpływają w znaczący sposób na modulację odpowiedzi immunologicznej komórek nabłonka pochwy. Jednym z działań estrogenów jest hamowanie ekspresji NFkappaB, co w następstwie powoduje redukcję ekspresji genów i syntezy cytokin prozapalnych (IL-6, IL-8, IL-1, TNF-alfa). Ten proces prawdopodobnie przeciwdziała rozwojowi nadmiernej odpowiedzi immunologicznej [39].
W przypadku infekcji obserwujemy uszkodzenie nabłonka pochwy oraz zmniejszenie liczby Lactobacillus spp., co sprzyja dominacji patogenów w mikrośrodowisku pochwy. Skuteczne leczenie infekcji eliminuje nie tylko drobnoustroje chorobotwórcze, ale także zmniejsza liczebność pałeczek kwasu mlekowego i naraża pacjentki na ponowne wystąpienie infekcji [40]. Niestety ekosystem pochwy nie wraca do stanu prawidłowego natychmiast po odstawieniu leku przeciwinfekcyjnego. Miejscowe leczenie przeciwzakaźne, szczególnie długotrwałe i powtarzane, bez stosowania probiotyku, wyraźnie wpływa na zmniejszenie liczby Lactobacillus spp. [15, 38]. Stąd w terapii poinfekcyjnej zwraca się uwagę na zastosowanie produktu zawierającego pałeczki kwasu mlekowego, które korzystnie wpływają na mikroflorę pochwy wraz z estriolem, który bierze udział w odbudowywaniu uszkodzonego przez infekcję nabłonka. Dostateczny poziom estrogenów zapewnia proliferację i dojrzewanie nabłonka pochwy, jak również wpływa na odpowiednią podaż glikogenu, substancji odżywczej dla pałeczek kwasu mlekowego. Wydaje się, że wzmocnienie terapii regeneracyjnej niskimi dawkami estriolu prowadzi do znacznie większej poprawy stanu pochwy. 
Skuteczność podawania żywych pałeczek kwasu mlekowego w połączeniu z niską dawką estriolu w odbudowie ekosystemu pochwy po terapii przeciwinfekcyjnej wykazano w kilku badaniach klinicznych dotyczących leczenia bakteryjnego zapalenia pochwy, drożdżycy pochwy, nieswoistego zapalenia szyjki macicy i pochwy oraz zanikowego zapalenia pochwy [42]. W otwartym badaniu bez grupy kontrolnej wykazano, że terapia regeneracyjna z zastosowaniem Gynofloru (tabletki dopochwowe, Lactobacillus acidophilus 50 mg, estriol 0,03 mg) powoduje znaczną poprawę stopnia czystości flory pochwy i stopnia proliferacji nabłonka pochwy [43]. 
W interesującym randomizowanym badaniu z placebo Ozkinay i wsp. również analizowano efekty terapii regeneracyjnej u kobiet z infekcjami pochwy (rzęsistkowica, drożdżyca, waginoza bakteryjna, upławy –
360 kobiet, 17–65 lat). Diagnoza stawiana była w oparciu o objawy kliniczne (obecność charakterystycznej wydzieliny, zapachu, świądu, zaczerwienienia) oraz starannie przeprowadzone badanie mikroskopowe [37]. Wszystkie kobiety otrzymywały leczenie przeciwinfekcyjne w zależności od postawionej diagnozy. W przypadku rzęsistkowicy oraz bakteryjnego zapalenia pochwy lekiem z wyboru był podawany doustnie metronidazol, kandydoza była leczona doustnie flukonazolem (w ciężkich przypadkach dodatkowo stosowano ketokonazol dopochwowo). W przypadku upławów zastosowano miejscowo roztwór jodu powidonu. Również u partnerów kobiet z powyższymi infekcjami zastosowano odpowiednio ogólnoustrojową terapię metronidazolem (rzęsistkowica, bakteryjne zapalenie pochwy) oraz flukonazolem (kandydoza). 
Dwa do trzech dni po zakończeniu terapii przeciwinfekcyjnej kobiety zostały losowo przydzielone do grupy placebo (120 kobiet) lub grupy testowanej, w której podawano tabletki dopochwowe (Gynoflor, Medinova, Zurych, Szwajcaria) (240 kobiet). Kobietom w okresie przedmenopauzalnym podano jedną tabletkę dopochwową (Gynoflor lub placebo) codziennie przez 6 dni, a kobietom po menopauzie przez 12 dni. Pierwsze badanie kontrolne odbyło się 3–7 dni po zakończeniu leczenia, drugie badanie po 4–6 tygodniach. Ocenę stanu flory pochwy przeprowadzano z zastosowaniem wskaźnika NFI (Normal Flora Index), (liczba Lactobacillus spp., liczba leukocytów, ocena drobnoustrojów chorobotwórczych, pH wydzieliny pochwowej). Zmiana wartości początkowej NFI była głównym punktem końcowym badania. Oceniano również pH pochwy oraz obecność objawów klinicznych takich jak: upławy, pieczenie, swędzenie, zaczerwienienie sromu/pochwy, dyspareunia.
Wśród wszystkich 360 kobiet, rzęsistkowicę rozpoznano w 274 przypadkach (76,1%), kandydozę w 61 przypadkach (16,9%), bakteryjne zapalenie pochwy w 19 przypadkach (5,3%), upławy w jednym przypadku (0,3%). Wszystkie zarejestrowane kobiety przeszły odpowiednie leczenie przeciwinfekcyjne, o czym świadczy znaczny wzrost wskaźnika NFI po terapii przeciwinfekcyjnej (NFI 3,4 przed leczeniem, 6,4 po
leczeniu). Obserwowano również obniżenie pH pochwy podczas terapii przeciwinfekcyjnej z 8,5 do 3,2. Terapia regeneracyjna spowodowała dalszy wzrost wskaźnika NFI. Wzrost NFI na drugiej wizycie kontrol-
nej w stosunku do wizyty randomizacyjnej dotyczył obydwu grup (testowej i placebo) i był istotnie wyższy w grupie testowej w porównaniu do grupy placebo. Stopień czystości flory pochwy był podobny w obu grupach kobiet podczas wizyty randomizacyjnej. Jednakże pod koniec terapii regeneracyjnej na pierwszej wizycie kontrolnej stopień czystości pochwy różnił się statystycznie istotnie między grupą testową a grupą placebo na korzyść preparatu testowego, tendencja ta utrzymywała się także na drugiej wizycie kontrolnej. Odnotowano również różnice statystycznie istotne w innych ocenianych parametrach mikroskopowych (tj. liczbie pałeczek kwasu mlekowego i leukocytów) pomiędzy grupami kobiet na korzyść preparatu testowego. Badanie to pokazało, że przywrócenie prawidłowego ekosystemu pochwy po leczeniu przeciwinfekcyjnym może być znacznie wzmocnione poprzez stosowanie żywych pałeczek kwasu mlekowego w połączeniu z niską dawką estriolu [37].

Podsumowanie

Na podstawie dostępnych badań wydaje się, że obecnie w aspekcie podejścia do leczenia infekcji pochwy należy uwzględnić kilka etapów postępowania terapeutycznego. Pierwszym z nich może być szybka diagnoza, na podstawie objawów klinicznych, niekiedy bardzo uciążliwych, z włączeniem leczenia empirycznego. Kluczowym etapem jest identyfikacja i eliminacja patogenu, który wywołał infekcję z zastosowaniem właściwego i skutecznego leczenia przeciwinfekcyjnego. Etapem zamykającym jest odbudowa mikroflory i regeneracja uszkodzonego podczas infekcji nabłonka z zastosowaniem terapii regeneracyjnej.
Terapia regeneracyjna stanowiąca połączenie pałeczek kwasu mlekowego oraz niskich dawek estriolu daje szczególną korzyść u kobiet z nawracającymi zakażeniami pochwy po leczeniu przeciwinfekcyjnym miejscowym i/lub ogólnoustrojowym. Wiele badań pokazało, że ludzkie szczepy Lactobacillus, w tym L. acidophilus wykazują korzystne właściwości w hamowaniu nadmiernego wzrostu patogennych mikroorganizmów. Ponieważ struktura i aktywność komórek nabłonka zmienia się w trakcie cyklu miesiączkowego oraz wraz z wiekiem, wydaje się, że połączenie pałeczek kwasu mlekowego i niskiej dawki estriolu jest korzystne dla kobiet w każdym wieku. Terapia ta znajduje również zastosowanie w leczeniu atrofii pochwy. Korzystne działanie troficzne i proliferacyjne estriolu na komórki nabłonka pochwy pokazuje jego skuteczność w odbudowie nabłonka oraz mikroflory pochwy. Terapia regeneracyjna ma również doskonały profil bezpieczeństwa, może być wykorzystana w profilaktyce nawrotów odległych bakteryjnego zapalenia pochwy, jak również u kobiet ciężarnych.

Piśmiennictwo

1. Larsen B., Monif G.R. Understanding the bacterial flora of the female genital tract. Clin Infect Dis. 2001 Feb 15; 32 (4): e69-77. Doi: 10.1086/318 710.
2. Shazadi K., Arshad N. Evaluation of inhibitory and probiotic properties of lactic acid bacteria isolated from vaginal microflora. Folia Microbiol (Praha) 2022 Jan 27. Doi: 10.1007/s12223-021-00 942-5.
3. Marrazzo J.M., Koutsky L.A., Eschenbach D.A. et al. Characterization of vaginal flora and bacterial vaginosis in women who have sex with women. J Infect Dis. 2002 May 1; 185 (9): 1307–1313. Doi: 10.1086/339 884.
4. Zhou X., Bent S.J., Schneider M.G. et al. Characterization of vaginal microbial communities in adult healthy women using cultivation-independent methods. Microbiology 2004 Aug; 150 (Pt 8): 2565–2573. Doi: 10.1099/mic.0.26 905-0.
5. Barbes C., Boris S. Potential role of lactobacilli as prophylactic agents against genital pathogens. AIDS Patient Care STDS. 1999; 13 (12): 747–751. Doi: 10.1089/apc.1999.13 747.
6. Reid G., Younes J.A., van der Mei H.C. et al. Microbiota restoration: natural and supplemented recovery of human microbial communities. Nat Rev Microbiol 2011; 9 (1): 27–38. Doi: 10.1038/nrmicro2473.
7. Witkin S.S., Linhares I.M., Giraldo P. et al. An altered immunity hypothesis for the development of symptomatic bacterial vaginosis. Clin Infect Dis 2007; 44 (4): 554–557. Doi: 10.1086/511 045.
8. Lamont R.F., Sobel J.D., Akins R.A. et al. The vaginal microbiome: new information about genital tract flora using molecular based techniques. BJOG 2011; 118 (5): 533–549. Doi: 10.1111/j.1471-0528.2010.02 840.x. 
9. Mares D., Simoes J.A., Novak R.M. et al. TLR2-mediated cell stimulation in bacterial vaginosis. J Reprod Immunol 2008; 77 (1): 91–99. Doi: 10.1016/j.jri.2007.04 004.
10. Pivarcsi A., Nagy I., Koreck A. et al. Microbial compounds induce the expression of pro-inflammatory cytokines, chemokines and human beta-defensin-2 in vaginal epithelial cells. Microbes Infect 2005; 7 (9–10): 1117–1127. Doi: 10.1016/j.micinf. 2005.03 016.
11. McGowin C.L., Ma L., Martin D.H. et al. Mycoplasma genitalium-encoded MG309 activates NF-kappaB via Toll-like receptors 2 and 6 to elicit proinflammatory cytokine secretion from human genital epithelial cells. Infect Immun 2009; 77 (3): 1175–1181. Doi: 10.1128/IAI.00 845-08.
12. Witkin S.S., Linhares I.M., Giraldo P. Bacterial flora of the female genital tract: function and immune regulation. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol 2007; 21 (3): 347–354. Doi: 10.1016/j.bpobgyn.2006.12 004.
13. Witkin S.S., Alvi S., Bongiovanni A.M. et al. Lactic acid stimulates interleukin-23 production by peripheral blood mononuclear cells exposed to bacterial lipopolysaccharide. FEMS Immunol Med Microbiol 2011; 61 (2): 153–158. Doi: 10.1111/j.1574-695X.2010.00 757.x.
14. Boris S., Suarez J.E., Vazquez F. et al. Adherence of human vaginal lactobacilli to vaginal epithelial cells and interaction with uropathogens. Infect Immun 1998; 66 (5): 1985–1989. Doi: 10.1128/IAI.66.5.1985-1989.1998.
15. Boris S., Barbes C. Role played by lactobacilli in controlling the population of vaginal pathogens. Microbes Infect 2000; 2 (5): 543–546. Doi: 10.1016/s1286-4579(00)00 313-0.
16. Osset J., Bartolome R.M., Garcia E. et al. Assessment of the capacity of Lactobacillus to inhibit the growth of uropathogens and block their adhesion to vaginal epithelial cells. J Infect Dis 2001; 183 (3): 485–491. Doi: 10.1086/318 070.
17. Sobel J.D. Treatment of vaginal Candida infections.Expert Opin Pharmacother 2002; 3 (8): 1059–1065. Doi: 10.1517/14 656 566.3. 8.1059.
18. Dongari-Bagtzoglou A. Pathogenesis of mucosal biofilm infections: Challenges and progress. Expert Rev Anti Infect Ther 2008; 6 (2): 201–208. Doi: 10.1586/14 787 210.6.2201.
19. Pelling H., Nzakizwanayo J., Milo S. et al. Bacterial biofilm formation on indwelling urethral catheters. Lett Appl Microbiol 2019; 68 (4): 277–293. Doi: 10.1111/lam.13 144.
20. Denney J.M., Culhane J.F. Bacterial vaginosis: a problematic infection from both a perinatal and neonatal perspective. Semin Fetal Neonatal Med 2009; 14 (4): 200–203. Doi: 10.1016/j.siny.2009.01 008.
21. Srinivasan S., Fredricks D.N. The human vaginal bacterial biota and bacterial vaginosis. Interdiscip Perspect Infect Dis 2008; 2008: 750 479. Doi: 10.1155/2008/750 479.
22. Bradshaw C.S., Tabrizi S.N., Fairley C.K. et al. The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy. J Infect Dis 2006; 194 (6): 828–836. Doi: 10.1086/506 621.
23. Polatti F. Bacterial vaginosis, Atopobium vaginae and nifuratel. Curr Clin Pharmacol 2012; 7 (1): 36–40. Doi: 10.2174/157488412799218824.
24. Castro J., Jefferson K.K., Cerca N. Genetic heterogeneity and taxonomic diversity among Gardnerella species. Trends Microbiol 2020; 28 (3): 202–211. Doi: 10.1016/j.tim.2019.10 002.
25. Rosca A.S., Castro J., Sousa L.G.V. et al. Gardnerella and vaginal health: The truth is out there. FEMS Microbiol Rev 2020; 44 (1): 73‑105. Doi: 10.1093/femsre/fuz027.
26. McBain A.J., Ledder R.G., Moore L.E. et al. Effects of Quaternary-Ammonium-Based Formulations on Bacterial Community Dynamics and Antimicrobial Susceptibility. Appl Environ Microbiol 2004; 70 (6): 3449–3456. Doi: 10.1128/AEM.70.6.3449-3456.2004.
27. Mendling W., Weissenbacher E.R., Gerber S. et al. Use of locally delivered dequalinium chloride in the treatment of vaginal infections: A review. Arch Gynecol Obstet 2016; 293: 469–484. 
28. Babbs M., Collier H.O., Austin W.C. et al. Salts of decamethylene-bis-4-aminoquinaldinium (dequadin); a new antimicrobial agent. J Pharm Pharmacol 1956; 8 (2): 110–119. Doi: 10.1111/j.2042-7158.1956.tb12138.x.
29. Polskie Towarzystwo Położników i Ginekologów. Stanowisko Zespołu Ekspertów Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego dotyczące produktu leczniczego Fluomizin. Ginekol Pol 2013; 84: 237–239.
30. Tomás M., Palmeira-de-Oliveira A., Simões S. et al. Bacterial vaginosis: Standard treatments and alternative strategies. Int J Pharm 2020 Sep 25; 587: 119 659. Doi: 10.1016/j.ijpharm.2020.119 659.
31. Santiago G.L.S., Grob P., Verstraelen H. et al. Susceptibility testing of Atopobium vaginae for dequalinium chloride. BMC Res Notes 2012 Mar 19; 5: 151. Doi: 10.1186/1756-0500-5-151.
32. Della-Casa V., Noll H., Gonser S. et al. Antimicrobial activity of dequalinium chloride against leading germs of vaginal infections. Arzneim Forsch 2002; 52 (9): 699–705. Doi: 10.1055/s-0031-1 299 954.
33. Weissenbacher E.R., Donders G., Unzeitig V. et al. A comparison of dequalinium chloride vaginal tablets (Fluomizin®) and clindamycin vaginal cream in the treatment of bacterial vaginosis: A single-blind, randomized clinical trial of efficacy and safety. Gynecol Obstet Investig 2012; 73 (1): 8-15. Doi: 10.1159/000 332 398.
34. Gaspar C., Rolo J., Cerca N. et al. Dequalinium chloride effectively disrupts bacterial vaginosis (BV) Gardnerella spp. Biofilms 2021; 10 (3): 261. Doi: 10.3390/pathogens10030261.
35. Donders G.G., Vereecken A., Bosmans E. et al. Definition of a type of abnormal vaginal flora that is distinct from bacterial vaginosis: aerobic vaginitis. Br J Obstet Gynaecol 2002; 109 (1): 34–43. Doi: 10.1111/j.1471-0528.2002.00 432.x.
36. Vooijs G.P., Geurts T.B.P. Review of the endometrial safety during intravaginal treatment with estriol. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 1995; 62 (1): 101–106. Doi: 10.1016/0301-2115(95)02 170-c.
37. Ozkinay E., Terek M.C., Yayci M. et al. The effectiveness of live lactobacilli in combination with low dose oestriol (Gynoflor) to restore the vaginal flora after treatment of vaginal infections. BJOG 2005; 112 (2): 234–240. Doi: 10.1111/j.1471-0528.2004.00 329.x.
38. Reid G. Probiotic agents to protect the urogenital tract against infection. Am J Clin Nutr 2001; 73 (2): 437–443. Doi: 10.1093/ajcn/73.2437 s.
39. Nasu K., Narahara H. Pattern recognition via the toll-like receptor system in the human female genital tract. Mediators Infamm 2010; 2010: 976 024. Doi: 10.1155/2010/976 024.
40. Ferrer J. Vaginal candidosis: epidemiological and etiological factors. Int J Gynaecol Obstet 2000; 71 (1): 21–27. Doi: 10.1016/s0020-7292(00)00 350-7.
41. Reid G, Bruce AW. Selection of lactobacillus strains for urogenital probiotic applications. J Infect Dis. 2001, 183(1), 77-80. doi: 10.1086/318 841.
42. Parent D., Bossens M., Bayot D. et al. Therapy of bacterial vaginosis using exogenously-applied Lactobacilli acidophili and a low dose of estriol. Arzneimittelforschung 1996; 46 (1): 68–73.
43. Lauritzen C., Graf F., Mucha M. Restoration of the physiological vaginal environment with doederlein bacteria and estriol. Frauenarzt 1984; 4: 5–8.